PD Dr. Martin K. Wild
Max-Planck-Institut für molekulare Biomedizin
Abteilung Vaskuläre Zellbiologie
Röntgenstr. 20
48149 Münster, Germany
Tel.: +49 (0)251-70365-255
Fax.: +49 (0)251-70365-299
Email: mwild at mpi-muenster.mpg.de
|
PD Dr. Martin K. Wild |
|
Immunreaktionen sind entscheidend von der Fähigkeit der beteiligten Leukozyten abhängig, an die "Orte" von Infektion (entzündete Gewebe) und Fremdantigen-Präsentation (sekundäre lymphatische Gewebe) zu gelangen. Hierzu besitzen die Leukozyten Oberflächen-Rezeptoren, die es ihnen ermöglichen, insbesondere mit den Endothelzellen der Blutgefäße in Kontakt zu kommen. Erst dieser Kontakt ermöglicht eine örtlich und zeitlich gesteuerte Leukozyten-Auswanderung aus dem Blut.
Abb. 1 zeigt, dass die Auswanderung von Leukozyten in der Regel mit einem Rollen der Zellen auf aktiviertem Endothel (in entzündeten Geweben) bzw. auf hochendothelialen Venolen (in sekundären lymphatischen Organen) beginnt. Diese transienten Interaktionen werden von den Selektinen vermittelt, Ahäsionsmolekülen, die als Lektine Zucker-haltige Proteine oder Lipide erkennen.
Drei Selektine sind bekannt: das Endothel-spezifische E-Selektin,
das auf Plättchen und Endothelzellen exprimierte P-Selektin und
schließlich das L-Selektin, das auf Leukozyten zu finden ist.
Erst aufgrund dieses Selektin-vermittelten Rollens sind die
Leukozyten dann in der Lage, mit Hilfe von Rezeptoren Chemokine auf
der Oberfläche des Endothels zu perzipieren. Dies führt zur
Aktivierung von Integrinen, einer anderen Klasse von
Adhäsionsmolekülen auf Leukozyten, die eine feste Adhäsion der
Zellen an das Endothel zur Folge hat. Schließlich erfolgt die
Transmigration der Leukozyten durch das Endothel in das
darunterliegende Gewebe.
Abb. 1: Die Adhäsionskaskade: Kontakte zwischen Leukozyten und Endothelzellen. Leukozyten können mit aktivierten Endothelzellen in Kontakt treten, indem sie zuerst Selektin-abhängig auf den Endothelzellen rollen, dann Chemokin-vermittelt ihre Integrin-Moleküle aktivieren und nun über diese fest an das Endothel adhärieren und sich dabei abflachen. Die Leukozyten transmigrieren schließlich durch das Endothel und wandern in das entzündete Gewebe ein.
Wir beschäftigen uns insbesondere mit dem ersten Schritt der in Abb. 1 gezeigten "Adhäsionskaskade", der Selektin-abhängigen Leukozyten-Adhäsion. Die Selektine binden an Glykostrukturen, die die Zucker Fucose und Sialinsäure (Neuraminsäure) enthalten. Die Prototyp-Struktur, die von Selektinen erkannt wird, ist das in Abb. 2 dargestellte Tetrasaccharid Sialyl-Lewis X (sLex).
Abb. 2: Struktur des Sialyl-Lewis X-Blutgruppenantigens. Sialyl-Lewis X besteht aus vier Zuckerbausteinen: Neuraminsäure (NeuAc), Galactose (Gal), N-Acetyl-Glucosamin (GlcNAc) und Fucose (Fuc). Die glykosidischen Bindungen sind angegeben. R bezeichnet einen Oligo- oder Polysaccharidrest, der wiederum an ein Lipid oder Protein gebunden ist.
Ein Defekt in der Biosynthese sLex-artiger Glykostrukturen führt dazu, dass die Selektin-vermittelte Adhäsion nicht stattfinden kann. Die Auswanderung von Leukozyten ist in diesem Fall gestört. Die humane Leukozyten-Adhäsions-Defizienz II (LAD II) ist ein derartiger Glykosylierungsdefekt. In LAD II bleiben Fucosylierungsreaktionen praktisch gänzlich aus. Die Folge ist nicht nur eine Immundefizienz aufgrund der fehlenden Selektin-Adhäsion (Abb. 3), sondern auch Neutrophilie, geistige Retardierung, motorische Defekte und stark verzögertes Wachstum (Wild et al., 2002). Als erblicher Glykosylierungsdefekt wird diese Erkrankung auch als "Congenital Disorder of Glycosylation-IIc (CDG-IIc)" bezeichnet.
Abb. 3: Fehlende Leukozyten-Endothel-Interaktionen in LAD II. In Patienten mit einer Leukozyten-Adhäsions-Defizienz II beobachtet man eine systemische Hypofucosylierung. Davon sind auch Selektinliganden betroffen. Selektin-vermittelte Leukozyten-Endothel-Interaktionen sind dadurch inhibiert. Die Folge ist eine stark verminderte Extravasation von Leukozyten, was zu Immundefekten führt.
Vor einigen Jahren wurde am Universitätsklinikum Münster der damals weltweit dritte LAD II-Patient gefunden. Prof. Thorsten Marquardt und Dr. Kerstin Lühn konnten an diesem Patienten zum ersten Mal zeigen, dass die orale Gabe von L-Fucose die Neutrophilie und den Immundefekt dieser Erkrankung vollständig aufzuheben vermag.
Durch Komplementierungseperimente gelang es uns später, den
genetischen Defekt, der zu LAD II führt, zu identifizieren.
Wir fanden, dass Mutationen im Gen für den
GDP-Fucose-Transporter des Golgi-Apparates für den
Fucosylierungsdefekt verantwortlich sind (Lühn et al., 2001).
Zeitgleich kam die Arbeitsgruppe um Christian Körner und Kurt von
Figura in Göttingen zu identischen Ergebnissen.
Der GDP-Fucose-Transporter transportiert den im Zytoplasma
gebildeten aktivierten Zucker GDP-Fucose in den Golgi-Apparat. Dort
wird GDP-Fucose als Donor für Fucosylierungsreaktionen benötigt.
Alle bisher untersuchten LAD II-Patienten zeigen Mutationen im Gen
des GDP-Fucose-Transporters.
Der GDP-Fucose-Transporter ist in der Golgi-Membran lokalisiert und
besitzt zehn Transmembran-Domänen (Abb. 4).
Abb. 4: Der GDP-Fucose-Transporter. Aufbau und Lokalisation des humanen GDP-Fucose-Transporters.
Durch in vitro-Analysen an allen bekannten defekten GDP-Fucose-Transportern konnten wir inzwischen zeigen, dass die bisher identifizierten LAD II- Patienten in 2 Gruppen eingeteilt werden können (Helmus et al., 2006) (Abb. 5):
Abb. 5: Einteilung von LAD II-Patienten. Zwei Gruppen von LAD II-Patienten können aufgrund des molekularen Defekts des GDP-Fucose-Transporters unterschieden werden.
Die Leukozyten-Adhäsions-Defizienz II bleibt weiterhin im direkten Fokus unserer Forschung.
Als Antigen-präsentierende Zellen spielen dendritische Zellen (DC) eine zentrale Rolle bei der spezifischen Immunabwehr. Wie andere Leukozyten müssen auch DC in Gewebe einwandern, um wirken zu können. Wir konnten in einem Kontakt-Hypersensitivitäts-Modell in der Maus feststellen, dass die Einwanderung von unreifen DC in die Haut partiell von E- und P-Selektin abhängig ist. Eine Funktion für weitere Adhäsionsmoleküle bei der Initiation von DC-Endothel-Interaktionen ist daher zu postulieren. Zur Zeit untersuchen wir, ob das Fucose/Mannose-erkennende DC-ständige Lektin DC-SIGN und sein Ligand ICAM-2 DC-Endothel-Interaktionen in der Maus vermitteln (Wethmar et al., 2006).
* geteilte Erstautorschaft
Yakubenia, S., D. Frommhold, D. Schölch, C. C. Hellbusch, C. Körner, B. Petri, C. Jones, U. Ipe, M. G. Bixel, R. Krempien, M. Sperandio, and M. K. Wild. 2008. Leukocyte trafficking in a mouse model for Leukocyte Adhesion Deficiency II / Congenital Disorder of Glycosylation IIc. Blood, in press.
Vestweber, D., and M. K. Wild. 2008. A new player in lymphocyte homing. Nature Immunol. 9:347.
Urzainqui, A., G. Martínez Del Hoyo, A. Lamana, H. de la Fuente, O. Barreiro, I. M.Olazabal, P. Martin, M. K. Wild, D. Vestweber, R. González-Amaro, and F. Sánchez-Madrid. 2007. Functional role of P-selectin glycoprotein ligand 1/P-selectin interaction in the generation of tolerogenic dendritic cells. J. Immunol. 179:7457.
Döring, A., M. Wild, D. Vestweber, U. Deutsch, and B. Engelhardt. 2007. E- and P-selectin are not required for the development of experimental autoimmune encephalomyelitis in C57BL/6 and SJL Mice. J. Immunol., 179:8470.
Hidalgo, A., A. J. Pereid, M. K. Wild, D. Vestweber, and P. S. Frenette. 2007. Complete identification of E-selectin ligand activity on neutrophils reveals a dynamic interplay and distinct functions of PSGL-1, ESL-1 and CD44. Immunity, 26:477.
Filser C., D. Kowalczyk, C. Jones, M. K. Wild, U. Ipe, D. Vestweber, and H. Kunz. 2007. Synthetic glycopeptides from the E-selectin ligand-1 with varied Sialyl Lewisx structure as cell-adhesion inhibitors of E-selectin. Angewandte Chemie International Edition 46:2108.
Hellbusch CC, M. Sperandio, D. Frommhold, S. Yakubenia, M. K. Wild, D. Popovici, D. Vestweber, H. J. Grone, K. von Figura, T. Lübke, and C. Körner. 2007. Golgi GDP-fucose transporter-deficient mice mimic congenital disorder of glycosylation IIc/Leukocyte adhesion deficiency II. J Biol Chem. 282:10762.
Varga, G., S. Balkow, M. K. Wild, A. Stadtbaeumer, M. Krummen, T. Rothoeft, T. Higuchi, S. Beissert, K. Wethmar, K. Scharffetter-Kochanek, D. Vestweber, and S. Grabbe. 2007. Active Mac-1 (CD11b/CD18) on DC is inhibitory for full T cell activation. Blood 109:661.
Wethmar, K.*, Y. Helmus*, K. Lühn, C. Jones, A. Laskowska, G. Varga, S. Grabbe, R. Lyck, B. Engelhardt, M. G. Bixel, S. Butz, K. Loser, S. Beissert, U. Ipe, D. Vestweber, and M. K. Wild. 2006. Migration of immature dendritic cells across resting endothelium is mediated by ICAM-2 but independent of b2-integrins and murine DC-SIGN homologs. Eur. J. Immunol. 36:2781.
Yakubenia, S., and M. K. Wild. 2006. Leukocyte Adhesion Deficiency II: Advances and open questions. FEBS J. 273:4390.
Helmus, Y.*, J. Denecke*, S. Yakubenia, P. Robinson, K. Lühn, D. L. Watson, P. J. McGrogan, D. Vestweber, T. Marquardt, and M. K. Wild. 2006. Leukocyte adhesion deficiency II patients with a dual defect of the GDP-fucose transporter. Blood 107:3959.
Engelhardt, B., B. Kempe, S. Merfeld-Clauss, M. Laschinger, B. Furie, M. K. Wild, and D. Vestweber. 2005. P-Selectin Glycoprotein Ligand 1 Is Not Required for the Development of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis in SJL and C57BL/6 Mice. J. Immunol. 175:1267.
Ashikov, A., F. Routier, J. Fuhlrott, Y. Helmus, M. Wild, R. Gerardy-Schahn, and H. Bakker. 2005. The human solute carrier gene SLC35B4 encodes a bifunctional nucleotide sugar transporter with specificity for UDP-xylose and UDP-N-acetylglucosamine. J. Biol. Chem. 280:27230.
Vestweber, D., K. Lühn, T. Marquardt, and M. Wild. 2004. The role of fucosylation in leukocyte adhesion deficiency II. Ernst Schering Research Foundation Workshop:53.
Lühn, K.*, A. Laskowska*, J. Pielage, C. Klämbt, U. Ipe, D. Vestweber, and M. K. Wild. 2004. Identification and molecular cloning of a functional GDP-fucose transporter in Drosophila melanogaster. Exp. Cell Res. 301:242.
Schwarz, A., A. Maeda, M. K. Wild, K. Kernebeck, N. Gross, Y. Aragane, S. Beissert, D. Vestweber, and T. Schwarz. 2004. Ultraviolet radiation-induced regulatory T cells not only inhibit the induction but can suppress the effector phase of contact hypersensitivity. Journal of Immunology 172:1036.
Wild, M. K., K. Lühn, T. Marquardt, and D. Vestweber. 2002. Leukocyte adhesion deficiency II: therapy and genetic defect. Cells Tissues Organs172:161.
Huang, M. C., A. Laskowska, D. Vestweber, and M. K. Wild. 2002. The alpha (1,3)-fucosyltransferase Fuc-TIV, but not Fuc-TVII, generates sialyl Lewis X-like epitopes preferentially on glycolipids. Journal of Biological Chemistry 277:47786.
Pendl, G. G., C. Robert, M. Steinert, R. Thanos, R. Eytner, E. Borges, M. K. Wild, J. B. Lowe, R. C. Fuhlbrigge, T. S. Kupper, D. Vestweber, and S. Grabbe. 2002. Immature mouse dendritic cells enter inflamed tissue, a process that requires E- and P-selectin, but not P-selectin glycoprotein ligand 1. Blood 99:946.
Thatte, A., S. Ficarro, K. R. Snapp, M. K. Wild, D. Vestweber, D. F. Hunt, and K. F. Ley. 2002. Binding of function-blocking mAbs to mouse and human P-selectin glycoprotein ligand-1 peptides with and without tyrosine sulfation. Journal of Leukocyte Biology 72:470.
Lühn, K.*, M. K. Wild*, M. Eckhardt, R. Gerardy-Schahn, and D. Vestweber. 2001. The gene defective in leukocyte adhesion deficiency II encodes a putative GDP-fucose transporter. Nature Genetics28:69.
Rösch, M., H. Herzner, W. Dippold, M. Wild, D. Vestweber, and H. Kunz. 2001. Synthetic Inhibitors of Cell Adhesion: A Glycopeptide from E-Selectin Ligand 1 (ESL-1) with the Arabino Sialyl Lewis(x) Structure. Angewandte Chemie International Edition 40:3836.
Wild, M. K., M. C. Huang, U. Schulze-Horsel, P. A. van der Merwe, and D. Vestweber. 2001. Affinity, kinetics, and thermodynamics of E-selectin binding to E-selectin ligand-1. Journal of Biological Chemistry 276:31602.
Vanhoutte, D., M. Schellings, M. Götte, V. Herias, M. K. Wild, D. Vestweber, M.A. Stepp, F. Van de Werf, P. Carmeliet, Y.M. Pinto, S. Heymanns. 2007. Increased syndecan-1 protects against cardiac dilation and dysfunction after myocardial infarction. Circulation, 115:475.
Henschke, S., N. N. Pawlowski, M. K. Wild, A. J. Kroesen, M. Zeitz, and J. C. Hoffmann. 2006. Lamina propria T cell activation: role of costimulatory molecule CD2 and its cytoplasmic tail for the regulation of proliferation and apoptosis. Int. J. Colorectal Disease 21:321.
Wild, M. K., A. Cambiaggi, M. H. Brown, E. A. Davies, H. Ohno, T. Saito, and P. A. van der Merwe. 1999. Dependence of T cell antigen recognition on the dimensions of an accessory receptor-ligand complex. Journal of Experimental Medicine 190:31.
Wild, M. K.*, W. Strittmatter*, S. Matzku, B. Schraven, and S. C. Meuer. 1999. Tumor therapy with bispecific antibody: the targeting and triggering steps can be separated employing a CD2-based strategy. Journal of Immunology 163:2064.
Davis, S. J., S. Ikemizu, M. K. Wild, and P. A. van der Merwe. 1998. CD2 and the nature of protein interactions mediating cell-cell recognition. Immunological Reviews 163:217.
Wild, M. K., A. M. Verhagen, S. C. Meuer, and B. Schraven. 1997. The receptor function of CD2 in human CD2 transgenic mice is based on highly conserved associations with signal transduction molecules. Cellular Immunology 180:168.
Verhagen, A. M., B. Schraven, M. Wild, R. Wallich, and S. C. Meuer. 1996. Differential interaction of the CD2 extracellular and intracellular domains with the tyrosine phosphatase CD45 and the zeta chain of the TCR/CD3/zeta complex. European Journal of Immunology 26:2841.
Wesselborg, S., U. Prüfer, M. Wild, B. Schraven, S. C. Meuer, and D. Kabelitz. 1993. Triggering via the alternative CD2 pathway induces apoptosis in activated human T lymphocytes. European Journal of Immunology 23:2707.
Schraven, B., M. Wild, H. Kirchgessner, B. Siebert, R. Wallich, S. Henning, Y. Samstag, and S. C. Meuer. 1993. Alterations of CD2 association with T cell receptor signaling molecules in "CD2 unresponsive" human T lymphocytes. European Journal of Immunology 23:119.
[an error occurred while processing this directive]